猪细小病毒(PPV)核酸检测试剂盒(荧光PCR法)

猪细小病毒(PPV)核酸检测试剂盒(荧光PCR法)

通用名称：猪细小病毒(PPV)核酸检测试剂盒(荧光PCR法)

Name ：Porcine Parvovirus Detection Kit （Real-Time PCR Method）

【包装规格】50T/盒

【预期用途】

猪细小病毒（Porcine parvovirus, PPV）是引起母猪流产和新生仔猪死亡的主要病原体之一，同时也能引起某些皮肤病和腹泻[1-2]，严重影响猪群的健康和正常生产，己经给世界养猪业造成了很大的经济损失。本病主要表现为流产、产死胎和木乃伊胎，母猪通常不表现临床症状。实时荧光定量 PCR 将常规 PCR 技术与荧光检测相结合,不仅具有敏感性高、特异性强、用时短等优点,而且通过分析软件对数据进行分析整理，结果更为准确直观, 已成为病原体检测的重要方法[3]。

本试剂盒适用于检测肠系膜淋巴结、肝脏、肾、肺、肝、脑、睾丸、胎盘的肺和淋巴结、全血等样本中的猪细小病毒，用于猪细小病毒感染的辅助诊断。

【检验原理】

本试剂盒采用 TaqMan 探针法实时荧光 PCR 技术，设计一对猪细小病毒特异性引物，结合一条特异性探针， 用荧光 PCR 技术对猪细小病毒的 DNA 进行体外扩增检测，用于临床上对可疑感染者的病原学诊断。

【试剂组成】

说明：不同批号的试剂盒组分不可交互使用。

【储存条件及有效期】

-20℃±5℃，避光保存、运输、反复冻融次数不超过 5 次，有效期 12 个月。

【适用仪器】

ABI 、安捷伦 MX3000P/3005P、LightCycler、Bio-Rad、Eppendorf 等系列荧光定量 PCR 检测仪。

【标本采集】

疑似感染仔猪取肠系膜淋巴结或肝脏；流产或死胎的肾、肺、肝、脑、睾丸和胎盘肺、淋巴结等组织；待检   活猪，用注射器取血 5mL

【保存和运输】

上述标本短期内可保存于-20℃，长期保存可置-70℃，但不能超过 6 个月，标本运送应采用 2~8℃冰袋运输， 严禁反复冻融。

【使用方法】

1.  样品处理（样本处理区）

1.1  样本前处理

组织样品：每份组织分别从 3 个不同的位置称取样品约 1g，手术/剪剪碎混匀后取 0.5g 于研磨器中研磨，加入1.5mL 生理盐水后继续研磨，待匀浆后转至 1.5mL 灭菌离心管中，8000rpm 离心 2min，取上清液 100μL 于 1.5mL 灭菌离心管中；全血样本：待血凝固后，取血清 100μL 于灭菌离心管中。

1.2  核酸提取

推荐采用公司生产的 DNA/提取试剂盒（离心柱提取法），请按照试剂盒说明书进行操

作。

2.  试剂配制（试剂准备区）

根据待检测样本总数，设所需要的 PCR 反应管管数为 N（N=样本数+1 管阴性对照+1 管阳性对照；反应管数每满 10 份，多配制 1 份），每测试反应体系配制如下表：

将混合好的测试反应液分装到 PCR 反应管中，21uL/管。

3.  加样（样本处理区）

将步骤 1 提取的核酸、阳性质控品、阴性质控品各取 4μL，分别加入相应的反应管中，盖好管盖，混匀，短暂离心。

4.  PCR 扩增（核酸扩增区）

4.1  将待检测反应管置于荧光定量 PCR 仪反应槽内；

4.2  设置好通道、样品信息，反应体系设置为 25μL；

荧光通道选择： 检测通道（Reporter Dye）FAM， 淬灭通道（Quencher Dye）NONE，ABI 系列仪器请勿选择

ROX 参比荧光，选择 None 即可。

4.3  推荐循环参数设置：

5.  结果分析判定

5.1  结果分析条件设定

设置 Baseline 和 Threshold：一般直接按机器自动分析的结果分析，当曲线出现整体倾斜时，根据分析后图像调节 Baseline 的 start 值（一般可在 3~15 范围内调节）、stop 值（一般可在 5~20 范围内调节），以及 Threshold的 Value 值（上下拖动阈值线至高于阴性对照），重新分析结果。

5.2  结果判断

阳性：检测通道 Ct 值≤35，且曲线有明显的指数增长曲线；

可疑：检测通道 35<Ct 值≤38，建议重复检测，如果检测通道仍为 35<Ct 值≤38，且曲线有明显的增长曲线， 判定为阳性，否则为阴性；

阴性：样本检测结果 Ct 值>38 或无 Ct 值。

6.  质控标准

阴性质控品：Ct>38 或无 Ct 值显示；

阳性质控品：扩增曲线有明显指数生长期，且 Ct 值≤32； 以上条件应同时满足，否则实验视为无效。

7.  检测方法的局限性

1. 样本检测结果与样本收集、处理、运送以及保存质量有关；

2. 样本提取过程中没有控制好交叉污染，会出现假阳性结果；

3. 阳性对照、扩增产物泄漏，会导致假阳性结果；

4. 病原体在流行过程中基因突变、重组，会导致假阴性结果；

5. 不同的提取方法存在提取效率差异，会导致假阴性结果；

6. 试剂运输，保存不当或试剂配制不准确引起的试剂检测效能下降，出现假阴性或定量检测不准确的结果；

7. 本检测结果仅供参考，如须确诊请结合临床症状以及其他检测手段。

【注意事项】

1. 所有操作严格按照说明书进行；

2. 试剂盒内各种组分使用前应自然融化，混匀并短暂离心；

3. 反应液应避光保存；

4. 反应中尽量避免气泡存在，管盖需盖紧；

5. 使用一次性吸头、一次性手套和各区专用工作服；

6. 样本处理、试剂配制、加样需在不同区进行，以免交叉污染；

7. 实验完毕后用 10%次氯酸或 75%酒精或紫外灯处理工作台和移液器；

8. 试剂盒里所有物品应视为污染物对待，并按照《微生物生物医学实验室生物安全通则》进行处理。

【参考文献】

[1]  Mengeling W L. Prevalence of porcine parvovirus induced reproductive; an abattoir study [J]. Am Vet Med Assoc, 1978, 172: 1291-1294.

[2]  Den S. Parvovirus-like particle associated with diarrhea in unweaned piglets [J]. Can Comp Med, 1985, 49: 343-345. [3]殷 震,  刘景华. 动物病毒学[M] . 2 版.  北京: 科学出版社, 1997.

[4] 国家质量监督检验检疫总局. SN/T 1919-2016 猪细小病毒病检疫技术规范[S].